Download valise SBSE

Développement de la technique SBSE:
automatisation, extension de la technique aux
composés polaires ("valise SBSE")
Action n° IIB01 - 4 Développement et optimisation des
technologies innovantes de prélèvement et d’analyse
J-L. Gonzalez, A. Laës-Huon, C. Podeur, P. Rousseaux,
B. Forest, L. Bignon, J. Guyomarch
Septembre 2014
Programme scientifique et technique
Année 2013
Rapport Final
En partenariat avec
Avec le soutien de
et de
Contexte de programmation et de réalisation
Ce rapport a été réalisé dans le cadre du programme d'activité AQUAREF pour l'année 2012-2013.
Auteur (s) :
Jean-Louis Gonzalez
[email protected]
Ifremer, Département "Biogéochimie et Ecotoxicologie" Centre de Méditerranée, ZP de Brégaillon
CS 20330- 83507 La Seyne/mer cedex
Agathe Laës-Huon
[email protected]
Christian Podeur
[email protected]
Patrick Rousseaux
[email protected]
Bertrand Forest
[email protected]
Laurent Bignon
[email protected]
Ifremer, Département REM, Unité RDT (Recherches et Développements Technologiques), Centre de
Brest - BP 70 - 29280 Plouzané
Julien Guyomarch,
[email protected]
CEDRE, Service Recherche & Développement, 715 rue Alain Colas - CS 41836 - 29218 Brest Cedex
Vérification du document :
Catherine Berho BRGM, Direction des laboratoires
Unité Chimie Environnementale
3, avenue Claude Guillemin
BP 36009 - 45060 Orléans Cedex 2
[email protected]
Christelle Margoum
Irstea – UR MALY, LAMA Laboratoire de chimie des milieux aquatiques
5 rue de la Doua, CS 70077
69 626 Villeurbanne Cedex
[email protected]
Les correspondants
Onema : Pierre-François Staub, [email protected]
ONEMA-DAST, Le Nadar Hall C - 5 square Nadar - 94300 Vincennes
Etablissement : Philippe Nicolas, [email protected]
Ifremer, RBE, Unité Biogéochimie et Ecotoxicologie - Rue de l'Ile d'Yeu, BP 21105, 44311 Nantes
Cedex 03
Page 3 sur 51
Référence du document : Jean-Louis Gonzalez, Agathe Laës-Huon, Christian Podeur, Patrick
Rousseaux, Bertrand Forest, Laurent Bignon et Julien Guyomarch - Développement de la technique
SBSE: automatisation, extension de la technique aux composés polaires ("valise SBSE") – Rapport
Final AQUAREF 2014 – 51 p.
Droits d’usage :
Couverture géographique :
Niveau géographique :
Niveau de lecture :
Nature de la ressource :
Accès libre
France
National
Professionnels, experts
Document
Page 4 sur 51
Page 5 sur 51
SOMMAIRE
I. Contexte p.11
II. Développement de la méthode "valise SBSE" p. 13
III. Validation p.16
III.1. Choix des matériaux p. 16
III.2. Bruit de fond et choix d'une procédure de nettoyage p. 16
III.3. Validation analytique: évaluation de la sensibilité du système p. 18
IV. Validation du protocole d’analyse par SBSE : qualification du prototype de prélèvement
et d’extraction automatisés ("Valise SBSE") p. 20
IV.1. Validation du protocole de chargement des boucles d’injection p. 21
IV.2. Validation du protocole analytique p. 21
IV.2.1. Vérification des blancs p. 21
IV.2.2. Réponse des étalons internes p. 22
IV.2.3. Analyses quantitatives p. 22
IV.2.3.1. Analyse simultanée des HAPs, PCBs et pesticides p .22
IV.2.3.2. Analyse spécifique des HAPs p. 22
V. Essais "Terrain" p. 26
V.1. Conditions générales d'utilisation p. 26
V.2. Echantillons analysés et modes d’extraction p. 26
V.3. Comparaison SBSE labo / SBSE valise p. 27
V.3.1. Comparaison SBSE labo / SBSE valise pour les échantillons de Pierrefonds p. 27
V.3.2. Autres sites de prélèvement p. 27
VI. Conclusions et Perspectives p. 28
VII. Références p. 29
Annexe p. 31
Liste des annexes :
Repère
Désignation
Nombre de
pages
Annexe
Manuel d'utilisation du système SBSE automatisé ("Valise
SBSE")
20
Page 6 sur 51
Page 7 sur 51
Développement de la technique SBSE: automatisation, extension de la technique aux
composés polaires ("valise SBSE") – Rapport Final AQUAREF 2014 – 51 p.
J-L. Gonzalez, A. Laës-Huon, C. Podeur, P. Rousseaux, B. Forest, L. Bignon et J.
Guyomarch
RESUME
La technique d'extraction/concentration SBSE (Stir Bar Sorptive Extraction) couplée à l’analyse par
Chromatographie en Phase Gazeuse et Détection par Spectrométrie de Masse (GC/MS) présente de
nombreux avantages (sensibilité et simplicité du protocole de préparation des échantillons) et
permet des applications très diverses et l'extraction de très nombreux composés (hydrophobes et
polaires). Cette technique est particulièrement bien adaptée au développement d'un système
autonome permettant de prélever l’eau du milieu et de procéder à l’extraction des échantillons
(l'analyse des barreaux par GC/MS étant effectuée par la suite au laboratoire). A partir de 2005, un
module SBSE autonome permettant de prélever et d'extraire in situ a été développé. Les solutions
technologiques qui ont été trouvées grâce à ce premier prototype ont servi de base aux
développements ultérieurs, notamment la version automatisée et portable de la technique SBSE
("valise SBSE") qui fait l'objet de la convention ONEMA/Ifremer 2012. Cette nouvelle version permet
l'introduction des réactifs de dérivation afin de pouvoir aussi doser, en plus des hydrophobes, des
composés polaires.
Mots clés (thématique et géographique) : SBSE, contaminants organiques hydrophobes et
polaires, automatisation.
Page 8 sur 51
SBSE technique development: automation, extension to polar compounds ("SBSE suitcase") Final Report AQUAREF 2014 – 51 p.
J-L. Gonzalez, A. Laës-Huon, C. Podeur, P. Rousseaux, B. Forest, L. Bignon and J.
Guyomarch
ABSTRACT
The SBSE technique (Stir Bar sorptive extraction) coupled with analysis by Gas Chromatography and
Mass Spectrometry Detection (GC/MS) has many advantages (sensitivity and simplicity of sample
preparation protocol) and allows a variety of applications and extraction of many compounds
(hydrophobic and polar molecules). This technique is particularly well suited to the development of
an autonomous system to collect water and make the extraction of samples. Since 2005, an
autonomous SBSE module (sampling and in situ sample extraction) has been developed.
Technological solutions that have been found with this first prototype served as basis for further
developments, including automated and portable version of the SBSE technique ("suitcase SBSE").
This new version allows the introduction of reactants in order to analyze both polar compounds in
addition to hydrophobic ones.
Key words (thematic and geographical area) : SBSE, hydrophobic and polar organic
contaminants, automation.
Page 9 sur 51
I. Contexte
La mise en place de la Directive Cadre sur l'Eau (DCE) implique une surveillance de la
contamination chimique de toutes les masses d'eau (de surface, souterraines). Le nombre des
masses d'eau "à surveiller", la fréquence d'échantillonnage requise, ainsi que la difficulté de mesurer
des contaminants à l'état de trace dans des matrices complexes (notamment dans le cas de l'eau de
mer), sont les difficultés majeures qu'il faut résoudre. Classiquement, l'analyse des contaminants
chimiques (métaux, composés organiques) se fait après des opérations d'échantillonnage et de
traitement relativement longues, nécessitant des laboratoires spécialisés et du personnel très
qualifié. Dans ce contexte, il semble pertinent de développer des systèmes automatisés et
portables facilitant les opérations d'échantillonnage (notamment dans les DOM) et permettant de
concentrer et extraire avant analyse les contaminants hydrophobes et hydrophiles.
Les
techniques
d’échantillonnage
passif,
basées
sur
un
échantillonnage
(extraction/préconcentration) directement dans l'échantillon ou in situ, permettent de résoudre
une partie importante des difficultés. Cet échantillonnage "passif" se fait grâce à une phase
"réceptrice" (fonction de la famille de contaminants à échantillonner), extraite et analysée ensuite
en laboratoire. Cette approche permet de réduire de façon notable le temps et les coûts associés au
prélèvement et au traitement des échantillons (Lohmann and Muir, 2010; Mazzela et al, 2011; Mills
et al, 2011). Certains échantillonneurs passifs présentent aussi l'avantage d'obtenir des mesures
"intégrées" dans le temps et d’accéder à des concentrations très faibles, inaccessibles pour certains
composés par les techniques classiques.
La technique SBSE (Stir Bar Sorptive Extraction) permet, à partir d'un échantillon d'eau de faible
volume, d'extraire et concentrer de nombreux contaminants organiques, notamment des composés
faisant partie de la liste des substances prioritaires fixée par la DCE. Habituellement l'analyse de
ces composés nécessite le prélèvement d'un volume important sur site et requiert des étapes
d’extraction/concentration réalisés par du personnel qualifié. Cette méthode développée par
Balthussen et al. (1999), Sandra et al. (2003) et David et al. (2003) a été appliquée à l'eau de mer
pour la première fois par Roy et al. (2005) pour les HAP et a été étendue à d'autres composés (PCB
et certains pesticides) dans le cadre d'une collaboration Ifremer/Cedre.
Cette technique simple et rapide permet d'analyser les composés extraits à des niveaux de
concentration très faibles. De plus, les possibilités de cette méthode peuvent être accrues par
l'ajout de réactifs (anhydride acétique, carbonate de potassium par exemple) lors de la phase
d'extraction (dérivation in situ) ce qui permet d'accéder à l'analyse de composés plus polaires.
L'automatisation de cette méthode présente un potentiel important et de nombreux avantages:
transfert de la technique plus facile et utilisation simplifiée par un plus grand nombre de personnes
(notamment celles qui sont en charge de la surveillance de la contamination des milieux
aquatiques), amélioration de la reproductibilité des résultats, déclenchement automatique des
extractions (programmées ou suite à des événements: crue, tempête…), échantillonnage pseudointégratif (en déclenchant plusieurs prélèvements ponctuels dans le temps) ou intégratif (avec une
version en "flux continu").
A partir de 2005, l'automatisation et la "marinisation" de certaines techniques d'échantillonnage
passif (DGT et SBSE) ont permis des développements technologiques originaux: la station benthique
FRAME (financement par la région PACA et l'Agence de l'eau RMC), permettant d'évaluer l'influence
d’événements météorologiques violents sur la contamination du milieu; les modules automatisés
SBSE (commandes Véolia Anjou Recherche) et DGT.
La station FRAME (Fig. 1) permet l'acquisition en continu des paramètres physiques du milieu
(conductivité, température, pression, turbidité, vitesse et direction du courant, hauteur des vagues,
taux d'érosion et de dépôt), de détecter l’événement météorologique (tempête, crue) et
d’échantillonner in situ, suite à l'événement, des contaminants métalliques par DGT et organiques
par SBSE (Gonzalez et al, 2006; 2008; 2009; 2010a; b; 2011).
A partir de la technologie développée, un système portable a été réalisé pour pouvoir être utilisé
dans le cadre de la surveillance de la contamination chimique des masses d'eau. Cette version
automatisée et portable de la technique SBSE ("valise") a été développée par l'Ifremer en
collaboration avec le CEDRE (Fig. 1). Cette nouvelle version permet, en plus de la solution étalon,
l'introduction des réactifs de dérivation afin de pouvoir aussi doser des composés polaires (LaësHuon et al 2011). Cette technique peut être appliquée aux eaux marines et continentales, elle est
Page 10 sur 51
particulièrement pertinente dans les zones dépourvues de laboratoires adaptés et éloignées des
laboratoires d'analyse.
Station benthique FRAME
"Valise SBSE" (dimensions: L 630 mm x l 492 mm x h 352 mm)
Figure 1: Applications de la technique SBSE automatisée
Le présent rapport accompagne le manuel d'utilisation de la "valise SBSE" (livrable prévu) et
présente l'état d'avancement de cette nouvelle version "surface" qui peut être utilisée sur paillasse
ou sur le terrain (c.f. II.). Il est à noter que l'ensemble des résultats concernant la validation de la
méthode pour les composés polaires n'est pas présenté ici. Cette validation réalisée au Cedre a afit
l'objet d'un rapport (Balcon et Guyomarch, 2011).
Dans le cadre du programme d'activité AQUAREF, les objectifs principaux de cette action étaient
de:
-
-
contribuer au développement de systèmes automatisés et portables permettant
d'échantillonner et concentrer, in situ (eaux douces et salées) et en laboratoire, les
contaminants organiques (hydrophobes et polaires);
finaliser le conditionnement sous forme de "valise" du système automatisé SBSE développé
et la validation des protocoles d'extraction pour des composés polaires et apolaires;
former et faire tester par des "opérateurs terrain" l'opérationnalité de ces "valises" pour le
prélèvement d'eau et l'extraction de différents contaminants organiques, notamment dans
des zones dépourvues de laboratoires adaptées et éloignées des laboratoires d'analyse.
En 2012, le conditionnement sous forme de "valise terrain" du système automatisé SBSE a été
terminé ainsi que la réalisation de l'IHM (Interface Homme Machine) qui permet le pilotage et la
programmation de séquences de fonctionnement : temps d’échantillonnage, addition des réactifs,
procédures de nettoyage ...(voir Manuel d'utilisation). Au cours du développement différents
aspects ont été validés (bruit de fond, compatibilité des matériaux, sensibilité analytique...).
En 2013, des "opérateurs terrain" ont été formés afin de tester l'opérationnalité du système dans
des conditions "DOM" ("résistance" au transport, fonctionnement en conditions locales, comparaison
par rapport à l'extraction SBSE "classique").
Page 11 sur 51
II. Développement de la méthode "valise SBSE"
L'objectif de l’automatisation de la technique SBSE était de pouvoir collecter l'échantillon et
réaliser l'extraction soit à partir d'un prélèvement ("sur paillasse") soit à partir d'un échantillon "in
situ" (version immergée) ou à partir de la surface (Fig. 2). Dans tous les cas, cette version est basée
sur des prélèvements ponctuels (volume d'échantillon connu) déclenchés manuellement,
programmés ou sur "événement".
Version surface: "Valise SBSE"
"Sur paillasse"
"à partir du bord" (berge, digue, pont...)
"à partir d'une embarcation"
Version immergée:
Module SBSE autonome
Module SBSE associé à la station benthique FRAME ("petits fonds")
Figure 2: Différentes possibilités d'utilisation du module SBSE automatisé. A la différence de la
version de surface, la version immergée a été conçue pour pouvoir fonctionner à des profondeurs
<100m.
Page 12 sur 51
Échantillon sur paillasse
Pompage in situ
Interface Homme Machine (I.H.M)
Eau à analyser
I.H.M
Etalon + 2
Réactifs
3 extractions
(en triplicat)
Flacon d'extraction
Alimentation
secteur
230V 50 Hz
Évacuation vers
"poubelle"
Eau à analyser (ou solution
de nettoyage)
Solution étalon
Réactif 1: anhydride
acétique
Réactif 2: carbonate de
potassium
Echantillon (100 ml)
Barreau SBSE
Figure 3: Principe de fonctionnement de la "valise SBSE". L'eau est pompée dans des "flacons
d'extraction" (100 ml) dans lesquelles le barreau est mis en rotation (le barreau est ensuite analysé
en GC/MS). La particularité de cette version est de permettre l'injection de réactifs dans les
"chambres d'extraction" via trois pompes annexes.
Dans sa version actuelle (Fig. 3), le système est constitué de 9 "flacons d'extraction" en titane
(permettant 3 extractions en triplicat du même échantillon) dans lesquels le remplissage, les ajouts
de solution étalon et de réactifs ainsi que la vidange se font grâce à des pompes péristaltiques et
des électrovannes pilotés via l'I.H.M. (Interface Homme-Machine).
Le système d'ouverture et fermeture des flacons par rotation "quart de tour" facilite les opérations
de mise en place et récupération des barreaux SBSE, ainsi que les opérations de nettoyage. Dans le
cas des composés plus polaires, l'ajout de réactifs est nécessaire afin de transformer ces composés
en molécules moins polaires (dérivation in situ) pouvant être extraites par SBSE. L'injection de
volumes précis de la solution étalon ou des réactifs de dérivation se fait grâce à des boucles
d'injection.
L'I.H.M. installée sur un ordinateur permet de contrôler et programmer toutes ces opérations via
une interface RS 232. Il est possible de programmer des séquences de fonctionnement différentes
(moment de l'échantillonnage, addition des réactifs et volumes, temps d'extraction, procédures de
Page 13 sur 51
nettoyage ...). Le système peut être piloté suivant différents modes: manuel, programmé... (voir
Manuel d'utilisation).
L'ensemble est conditionné dans une valise "tout terrain" qui regroupe les neufs "flacons
d'extraction", les actionneurs (pompes péristaltiques, électrovannes, agitateurs) et l’électronique
de commande. L’appareil est alimenté en eau à analyser par pompage (cf. Annexe). L’eau rejetée,
ainsi que les réactifs, sont collectés dans une "poubelle".
L’extraction classique consiste à prélever 100 ml d’eau de mer à analyser dans un flacon en verre,
préalablement pyrolysé à 400°C, et d’y ajouter les étalons internes deutérés. Le barreau aimanté
est plongé directement dans la matrice liquide et est agité à 700 tr/min pendant 2h (HAPs)/16h
(PCBs et pesticides). La solution d’étalons internes ainsi que les solutions de calibration sont
préparées dans le méthanol. Le barreau d’extraction a une longueur de 20 mm et l’épaisseur de
film de la phase PDMS (polydiméthylsiloxane) est de 0,5 mm.
Le principe est le même pour l’extraction par valise. 100 ml d’eau de mer ainsi que les étalons
internes deutérés sont pompés par la valise. Les barreaux aimantés sont préalablement placés dans
les flacons d’extraction.
Après l’extraction, et pour les deux modes, le barreau aimanté est récupéré puis rincé avec de
l’eau douce afin d’enlever les traces de sels. Le barreau aimanté est ensuite placé dans l’unité de
désorption thermique composée par un TDU (Thermal Desorption Unit) monté en série avec un
injecteur à programmation de température (CIS : Cooled Injection System). Le barreau est introduit
dans le TDU maintenu à une température de 50°C et le CIS est refroidi à -10°C par de l’azote
liquide. Les molécules à analyser sont donc désorbées dans le TDU puis recondensées dans le CIS
avant d’être analysées an GC/MS/MS.
La liste des molécules cibles ainsi que les abréviations utilisées dans ce rapport sont présentées cidessous :
Composés HAPs Abréviations
Naphtalène
Benzothiophène
Composés PCBs, Pesticides
N
BT
PCB 138
Alachlore
2-MN
PCB 156
Aldrine
B
PCB 180
Metolachlore
Acénaphtylène
ANA
PCB 169
Chlorpyrifos
Acénaphtène
ANY
PCB-7
Parathion
F
PCB 28
Isodrine
DBT
PCB-52
Metazachlore
P
PCB-35
Chlorfenvinphos
2-méthylnaphtalène
Biphényl
Fluorène
Dibenzothiophène
Phénanthrène
Anthracène
A
PCB 101
2-4-dde
Fluoranthène
FL
PCB 77
Endosulfan alfa
Pyrène
PY
PCB 135
4-4-dde
2-MFL
PCB 118
Dieldrine
B[a]A
PCB 153
2-4-ddd
C
PCB 105
Endrine
2-méthylfluoranthène
Benzo[a]anthracène
Chrysène
Benzo[b]fluoanthène
B[b]FL
Alpha-BHC
Benzo[k]fluoanthène
B[k]FL
Hexachlorobenzene
Endosulfan beta
4-4ddd
Benzo[e]pyrène
B[e]PY
Beta-BHC
2,4-ddt
Benzo[a]pyrène
B[A]PY
Gama bhc
Pérylène
PE
Diazinon
Endosulfan sulfate
4-4ddt
Indéno[1,2,3-cd)pyrène
IND
Delta-BHC
Hexazinone
Dibenzo[a,h]anthracène
DBA
Acetochlore
Page 14 sur 51
Benzo[g,h,i]pérylène
BPE
Methylparathion
Page 15 sur 51
III. Validation
A chaque étape du développement du système, différents aspects techniques et analytiques ont du
être évalués et validés.
III.1. Choix des matériaux
Dans un premier temps, une partie importante du développement a porté sur le choix des matériaux
compatibles avec les composés qui seront analysés pour éviter les risques de contamination ainsi
que des phénomènes d’adsorption des composés sur les parois ce qui pourrait réduire leur
extraction. Du fait que l'extraction de certains composés necessite l’ajout de réactifs (dérivation in
situ), les matériaux utilisés doivent être compatibles avec les réactifs utilisés qui peuvent être
corrosifs.
Les différents composants du système (joints, raccords, tubes, …) ont été testés afin d’identifier les
plus "inertes" (Fig. 4), dans le cas de l’analyse de molécules hydrophobes mais également pour des
composés polaires extraits après dérivation (Guyomarch et al, 2013). L’aluminium, initialement
utilisé pour fabriquer les "flacons" d'extraction de 100 mL où est réalisée l’extraction, a été
remplacé par du titane du fait de processus de dégradation en condition acide.
Figure 4: Choix des matériaux. Exemple des concentrations en bisphénol A mesurées (après
immersion des matériaux dans l’eau osmosée pendant 3 jours) pour différents matériaux constituant
le système SBSE automatisé (Guyomarch et al, 2013).
Le joint 1 en silicone (Resi concept), présent à l’intérieur des flacons d’extraction, semble
contribuer le plus fortement à la contamination. Le test effectué sur un second joint en silicone (joint 2,
Stacem), qui n’entre pas dans la conception du dispositif, est encore moins concluant car il présente le
niveau de contamination en bisphénol A le plus élevé de la série de tests. Il n’y a donc pas à ce jour
de solution de remplacement du joint 1 qui soit satisfaisante et d’autres matériaux devront être testés.
L’ensemble de ces résultats est détaillé dans le rapport Cedre rédigé en 2009 (R.11.39C).
III.2. Bruit de fond et choix d'une procédure de nettoyage
Les tests réalisés à réception du système, après fabrication et assemblage du dispositif, ont permis
de mesurer une éventuelle contamination générée lors de la fabrication. De plus, cette phase a
aussi permis d'évaluer l’influence des différents matériaux et composés utilisés pour sa conception,
qui génèrent nécessairement un bruit de fond plus élevé que dans les conditions d'extraction
"classique" de laboratoire (réalisées directement dans des flacons en verre pyrolysés).
Ces tests ont montré que, si le système était initialement contaminé, la procédure de rinçages
successifs à l’eau osmosée et à l’éthanol est efficace (Guyomarch et al, 2013). Les niveaux des
blancs obtenus après nettoyage sont comparables à ceux du laboratoire (Fig. 5).
Page 16 sur 51
Abundance
(a) Etalons internes 100 ng/L « verre »
P-d10
2000000
1800000
B-d10
1600000
1400000
1200000
1000000
800000
N-d8
600000
400000
200000
5
10
15
20
25
30
35
40
45
Time-->
Abundance
(b) Etalons internes 100 ng/L « valise » avant nettoyage
2e+07
1.8e+07
1.6e+07
1.4e+07
P-d10
1.2e+07
B-d10
1.0e+07
N-d8
8000000
6000000
4000000
2000000
5
10
15
20
25
30
35
40
45
Time-->
Abundance
(c) Etalons internes 100 ng/L « valise » après nettoyage
P-d10
3500000
3000000
2500000
B-d10
2000000
1500000
N-d8
1000000
500000
5
10
15
20
25
30
35
40
45
Time-->
Figure 5 : Comparaison de blancs d’eau de mer avant et après décontamination (Etude 2012)
Page 17 sur 51
Le niveau du bruit de fond a également été estimé dans le cas de molécules polaires, en particulier
celles susceptibles d’être relarguées par les matières plastiques qui n’ont pu être totalement
éliminées lors de la phase de conception. Des analyses qualitatives et quantitatives ont été réalisés
sur le bisphénol A. Le niveau du bruit de fond s’est avéré relativement élevé, de l’ordre du µg/L.
III.3. Validation analytique: évaluation de la sensibilité du système
La sensibilité du système a été évaluée sur de l’eau de mer en la comparant aux extractions SBSE
"classiques" de laboratoire (cf. II), ainsi qu’aux normes de qualité environnementales (NQE) requises
par l’application de la Directive Cadre sur l’Eau. Les molécules cibles concernées par la DCE sont
des hydrocarbures aromatiques polycycliques (HAP), des polychlorobiphényles (PCB), des pesticides
et des chlorophénols. Cette comparaison indique que l'extraction via le système SBSE automatisé
réduit la sensibilité de la méthode d’un facteur proche de 3 (Tab. 1) mais tout en restant en accord
avec les exigences de la DCE (Guyomarch et al, 2013).
Ces performances ont pu être améliorées après passage d’une détection par simple quadripôle (MS)
à de la spectrométrie de masse en tandem (MS/MS). L’optimisation et le développement de la
méthode SBSE-TD (thermo-désorption)/GC/MS/MS ont permis l’analyse simultanée des composés
classiques (HAPs, PCBs, pesticides organochlorés) mais aussi plus volatils: HAPs dérivés alkylés,
dérivés ramifiés et BTEX. L’analyse de composés plus polaires avec dérivation in situ a également
été réalisée pour les phénols et chlorophénols (2-chlorophénol, 2,4-dichlorophénol, 4-chloro-3méthylphénol, 2,4,5-trichlorophénol, 2,4,6-trichlorophénol, pentachlorophénol) (Fig. 6).
Figure 6 : Comparaison des rapports de réponse Molécules cibles/étalons internes deutérés après
extraction classique (flacon en verre) et par le prototype.
Page 18 sur 51
Tableau 1: Limites de quantification obtenues selon les protocoles classiques de laboratoire et avec
l’utilisation du système automatisé, comparées aux normes de qualité environnementales
(Guyomarch et al, 2013).
Composés
LQ laboratoire (ng/L) LQ système (ng/L)
NQE (ng/L)
PAHs
0.04 - 0.3
0.2 - 1.1
2 - 2400
Pesticides
0.03 - 0.4
0.1 - 1.1
5 - 600
PCBs
0.02 - 0.1
0.2 - 1.0
1
Chlorophénols
0.1 - 0.6
0.3 - 1.2
200 - 1000
Composés
Naphtalène
Benzothiophène
Biphényl
Acénaphtylène
Acénaphtène
Fluorène
Dibenzothiophène
Phénantrène
Anthracène
Fluoranthène
Pyrène
Benzo[a]anthracène
Chrysène
Benzo[b]fluoranthène +
Benzo[k]fluoranthène
Benzo[e]pyrène
Benzo[a]pyrène
Pérylène
Indeno(1,2,3-cd)pyrène+
Benzo(g,h,i)pérylène
Dibenzo(a,h)anthracène
PCB 7
PCB 28
PCB 52
PCB 35
PCB 101
PCB 135
PCB 105
PCB 138
PCB 118
PCB 153
PCB 156
PCB 180
PCB 169
LQ
LQ
laboratoire
prototype
(ng/L)
(ng/L)
0,20
0,11
0,13
0,04
0,07
0,15
0,08
0,24
0,07
0,09
0,10
0,10
0,04
0,12
0,10
0,04
0,05
0,14
0,25
0,20
0,18
0,40
0,84
0,40
0,30
0,39
0,31
0,37
0,83
0,34
0,24
0,39
0,41
0,71
0,41
0,74
0,21
0,35
0,88
1,14
0,85
0,45
0,02
0,06
0,05
0,04
0,06
0,05
0,03
0,04
0,02
0,03
0,03
0,03
0,02
0,23
0,38
0,79
0,45
0,56
1,05
0,09
0,88
0,30
1,04
0,77
0,69
0,74
NQE eaux de
surface
intérieures
(µg/L)
2.4
1.7
0.4
0.7
0.3
0.11
0.1
0.1
0.024
0.005
0.006
0.03
0.05
s = 0.002
0.00006
0.001
0.001
0.001
0.001
0.001
0.001
0.001
0.001
0.001
0.001
0.001
0.001
0.001
Page 19 sur 51
Alpha-BHC
Atrazine
Βeta-BHC
gamma-BHC
Diazinon
Delta-BHC
Aldrine
Endosulfan alpha
Endosulphan beta
Isodrine
Dieldrine
Endrine
Alachlore
Metolachlore
Metazachlore
Endosulfan sulfate
2,4’_DDE
4,4'-DDE
2,4’_DDD
4,4'-DDD
2,4’_DDT
4,4'-DDT
phenol
o-cresol
m-cresol
p-cresol
2-chlorophenol
2,4-dimethylphenol
2,4-dichlorophenol
4-chloro,3-methylphenol
2,6-dichlorophenol
4-ter-butylphenol
2,4,6-trichlorophenol
2,4,5-trichlorophenol
2,3,4,6-tetrachlorophenol
4-ter-octylphenol
octylphenol
pentachlorophenol
nonylphenol
0,14
0,05
0,15
0,25
0,02
0,40
0,04
0,04
0,03
0,04
0,03
0,03
0,05
0,06
0,40
0,77
0,67
0,75
0,38
1,86
0,31
0,31
0,10
0,63
0,39
0,38
0,39
0,30
0,17
0,02
0,03
0,06
0,06
0,06
0,17
0,26
0,74
0,29
0,94
0,95
0,67
0,76
0,83
0,86
0,41
0,58
0,56
0,51
0,05
0,43
0,23
0,29
0,29
0,19
0,24
0,27
0,38
0,11
0,13
0,23
0,05
1,11
1,18
1,16
0,67
0,70
0,64
0,38
1,05
0,71
0,95
0,27
0,30
0,45
0,53
0,50
0,37
0,95
0,6
0.010
0.005
0.005
0.010
0.005
0.010
600
600
920
410
1000
200
Page 20 sur 51
IV. Validation du protocole d’analyse par SBSE :
qualification du prototype de prélèvement et d’extraction
automatisés ("Valise SBSE")
Suite aux premiers essais de "validation" , des essais plus spécifiques ont été réalisés afin de valider
les procédures décrites dans le Manuel d'utilisation du système SBSE automatisé ("Valise SBSE"),
notamment en vérifiant les conditions et durées de chargement des boucles d’injection de réactifs
et d’échantillons, et pour valider le système pour l’analyse des molécules dont les méthodes
avaient été développées lors des études précédentes, et enfin, qualifier le système lors d’une
utilisation terrain.
Compte tenu des difficultés rencontrées lors des essais réalisés en juin 2013, notamment pour ce
qui concerne les séquences automatiques sur des triplicats, des modifications sur le pilotage du
système ont été apportées avant de réaliser une nouvelle série de tests en septembre 2013.
IV.1. Validation du protocole de chargement des boucles d’injection
Le protocole d’introduction des étalons internes deutérés, qui est réalisée par l’intermédiaire d’une
boucle d’injection, a été ajusté en fonction des longueurs et diamètres réels des tuyaux. Ce point
est particulièrement critique dans la mesure où tous les rendements d’extraction, et donc les
analyses quantitatives associées, dépendent des quantités réellement introduites.
Afin de vérifier que les étalons internes étaient correctement introduits dans les flacons
d’extraction de la valise, différents tests ont été nécessaires, notamment sur les différentes
positions des flacons et sur les différents tuyaux d’injection des réactifs.
Les conditions opératoires résultant de cette phase préliminaire ont été fixées comme suit :


Introduction des deutérés par la boucle de 221 cm de long pour un diamètre interne de 2,4
mm, le temps de chargement étant fixé à 80 secondes
le temps de chargement des flacons d'extraction (Fig. 3) a été fixé à 42 secondes
Il est à noter que ces conditions sont le résultat de différents essais réalisés au cours de deux
périodes de tests distinctes, au cours des mois de juin et d’octobre 2013, des modifications étant
apportées dans l’intervalle au dispositif électronique de contrôle.
IV.2. Validation du protocole analytique
IV.2.1. Vérification des blancs
Une fois les conditions d’introduction des étalons internes définies, la première étape de validation
a consisté à vérifier l’éventuelle contamination du système. Si ce point avait été rapidement résolu
lors des études précédentes, la présence d’un bruit de fond significatif n’a pu être complètement
solutionnée, même après de nombreux rinçages successifs. Ainsi, la figure 7 montre la différence
d’abondances et de nombre de pics entre un blanc obtenu par désorption d’un barreau utilisé en
condition d'extraction "classique" de laboratoire (blanc Verre) et un blanc Valise. Les teneurs des
composés générant cette contamination n’ont pas été mesurées. Elles sont cependant supérieures
aux concentrations des pics de phase issus de la désorption thermique des barreaux (notamment les
premiers pics du chromatogramme bleu de la figure 7).
Page 21 sur 51
Ce niveau de contamination s’est avéré persistant, le blanc Valise présenté étant obtenu après 5
rinçages réalisés selon le protocole défini précédemment.
Figure 7: Chromatogrammes en mode SCAN d’un blanc Verre (en bleu) et d’un blanc Valise (en
rose).
Ces conditions devraient être améliorées par un démontage de l'appareil, un nettoyage complet
(c.f. "Manuel") et un changement des différents tuyaux. Ces maintenances devraient a priori être
réalisées après chaque campagne de prélèvements de terrain.
IV.2.2. Réponse des étalons internes
Avant de valider le système en analyse quantitative, des tests ont été réalisés pour évaluer la
réponse des étalons internes deutérés. Il apparaît que le naphtalène d 8 et le biphényl d10 répondent
moins bien lorsque l’on passe par l’intermédiaire de la valise (Fig. 8).
Par ailleurs, de manière surprenante, l’éthyle parathion d 10 ne semble pas affecté par les
différences de rendement d’extraction.
Figure 8: Comparaison des extractions valise (en rouge)/verre (en bleu) des différents étalons
internes deutérés dans de l’eau de mer (triplicat). Les abondances correspondent à la réponse du
signal GC/MS/MS
IV.2.3. Analyses quantitatives
Page 22 sur 51
IV.2.3.1. Analyse simultanée des HAPs, PCBs et pesticides
Une première série de calibrations réalisées dans les conditions verre et valise a montré, de
manière générale, une baisse importante de sensibilité en comparaison aux essais précédents.
Cependant, des différences selon la nature des composés ont été mises en évidence, les PCBs et
pesticides répondant bien aux faibles concentrations (la gamme considérée étant de 0,5 à 10 ng/L
avec 16 heures d’extraction). Lors de la seconde phase de validation, ces essais ont été à nouveau
réalisés à la concentration de 10 ng/L. Le tableau 2 présente les rapports d’abondance
composé/étalon interne lors de l’extraction avec la valise et la méthode utilisant des flacons en
verre. Les observations formulées précédemment ont été confirmées, les HAPs semblant
majoritairement affectés par la transposition des méthodes laboratoire à la valise. Les réponses
obtenues après extraction avec la valise (abondance du signal GC/MS/MS) sont bien plus faibles que
celles obtenues avec une extraction classique.
IV.2.3.2. Analyse spécifique des HAPs
Les essais à faible concentration ayant montré, dans le cas des HAPs spécifiquement, semble-t-il,
des pertes de sensibilité et des écarts significatifs avec les protocoles de laboratoire, des essais ont
été ciblés sur cette famille de molécules.
L’objectif étant dans un premier temps d’identifier les sources de variabilité, les tests sont réalisés
à des concentrations élevées, fixées à 10 et 100 ng/L pour chacune des molécules cibles.
Des tests ont été réalisés, dans un premier temps, en introduisant simultanément les HAPs parents
et les étalons internes deutérés sans utiliser la boucle d’injection mais en passant uniquement par
la voie "échantillon". Les tests ont été réalisés à des concentrations de 10ng/L. Les analyses
quantitatives ont été réalisées à partir de calibrations en flacons en verre. Les résultats présentés
figure 9 montrent une surestimation des concentrations, en particulier pour les poids moléculaire
croissants, ce qui peut s’expliquer par une absorption préférentielle des étalons internes lourds par
les différentes éléments constitutifs du système. En effet, les concentrations sont calculées par des
rapports d’abondance HAP/HAPd, et les valeurs fortes sont dues à des faibles réponses des
deutérés.
Page 23 sur 51
Tableau 2: Comparaison des rapports d’abondance après extraction avec la valise et dans des
flacons en verre.
Page 24 sur 51
Figure 9: Quantification des 21 HAPs après injection simultanée des étalons internes et molécules
cible sans utiliser la boucle d’injection et extraction sur barreaux (procédure valise) (n= 6)
Afin de comprendre les différences de rendements d’extraction, une seconde série de tests a été
réalisée à la même concentration, pour les 9 positions (9 "flacons" d'extraction de la valise), en
utilisant pour l’extraction des barreaux préalablement dopés par les étalons internes. Les
calibrations ont été dans ce cas également réalisées avec des barreaux dopés dans des flacons de
verre.
Les résultats présentés dans la figure 10 sont plus proches des valeurs attendues (la valeur 100
représente la quantité de HAP effectivement introduite), à l’exception notable du fluorène et du
phénanthrène. Pour ce qui est des molécules les plus lourdes, les concentrations sont dans ce cas
sous-estimées, ce qui pourrait s’expliquer par un équilibre déplacé vers le barreau.
Figure 10: Quantification des 21 HAPs après injection simultanée des étalons internes et molécules
cible et extraction sur barreaux (procédure valise) (n= 9)
Les résultats de ces études spécifiques aux HAPs semblent indiquer des équilibres entre la phase
aqueuse et la phase PDMS différents de ceux rencontrés pour les tests de laboratoire. Ces
différences peuvent s’expliquer par un niveau de contamination en molécules apolaires qui ne
permettent pas de réellement compenser les différences de rendements d’extractions. Par la suite,
il conviendrait d’éliminer ces interférences qui semblent situées au niveau des "flacons"
d’extraction compte tenu des résultats des procédures simplifiées qui ont été testées.
Page 25 sur 51
V. Essais "Terrain"
En novembre 2013, la valise SBSE a été envoyée à La Réunion pour une série d'essais.
Un des premiers objectifs était de tester la "résistance" du système aux conditions de transport et
de stockage. Le matériel a été reçu en parfait état et il a pu être mis en fonctionnement lors de la
réception.
Les essais ont été réalisés dans les locaux de l'ARVAM (Agence pour la Recherche et la VAlorisation
Marines). Deux personnes ont été formées à l'utilisation de l'appareil qui restera sur site pour les
tests en laboratoire, notamment la comparaison sur des échantillons d'eau de l'extraction "classique"
et de l'extraction via la valise SBSE.
Ces essais indiquent que l’appareil peut être mis en oeuvre et utilisés après 1 à 2 jours de
formation. Cette première utilisation par du personnel formé a permis aussi d'améliorer certains
points de l'IHM et du Manuel d'utilisation.
V.1. Conditions générales d'utilisation
Au cours des premiers tests en laboratoire, en ce qui concerne les conditions générales d'utilisation,
les opérateurs ont constaté:
- un développement de moisissures (et suspicion de développement de biofilm) après un
certain laps de temps sans utilisation (stockage à l’obscurité et un peu d’eau résiduelle dans les
tuyaux);
- la formation de bulles dans les boucles de réactifs (de manière récurrente), que le
changement de tuyau n’as pas changé;
- après passage d’un échantillon chargé (MES et phytoplancton) suivi d’un nettoyage à l'eau
désionisée (MilliQ), il y a eu des dépôts et développement de biofilm dans l’embase des flacons
d'extraction;
- la fragilité des tuyaux au niveau des pompes péristaltiques; après avoir déplacé les tuyaux
entre deux pompes de réactif, les tuyaux "sautaient" et cela engendrait une fuite au niveau des
branchements (le problème résolu en remplaçant les tuyaux par des nouveaux);
- que l'un des joints au niveau des embases des flacons est fragilisé (légères fissures
observées mais pas de fuites constatées, flacon n°2).
Ces problèmes devront être résolus au retour et reconditionnement en métropole. La valise a été
renvoyée en métropole, des tests de fonctionnement doivent être réalisés. A terme, il conviendra
également d’introduire dans la procédure d’utilisation une analyse systématique de blancs.
V.2. Echantillons analysés et modes d’extraction
Des extractions ont été réalisées (en triplicat) simultanément sur les mêmes échantillons, en
appliquant le protocole de laboratoire "classique" et en effectuant des extractions à l’aide de la
valise SBSE (prélèvements effectués sur le site de Pierrefonds, en champ proche et en champ
lointain, échantillons 1 à 4). Les analyses ont été réalisées au CEDRE après envoi des barreaux SBSE.
Tableau 3: Références des échantillons analysés à la Réunion en novembre 2013.
Site
Station
SBSE labo Valise SBSE
Saint-Pierre Pierrefonds
Champ Lointain 2a, 2b, 2c
3a, 3b, 3c
Saint-Pierre Pierrefonds
Champ Proche
4a, 4b, 4c
Rivière St Suzanne au Radier
station Aval
1a, 1b, 1c
5a, 5b, 5c
Le GOL
Etang de St Paul
Saint-Jean aval
6a, 6b, 6c
7a, 7b, 7c
8a, 8b, 8c
Page 26 sur 51
V.3. Comparaison SBSE labo / SBSE valise
V.3.1. Comparaison SBSE labo / SBSE valise pour les échantillons de Pierrefonds
Afin d’identifier les éventuels biais dus aux contaminations, les résultats présentés (Fig. 11)
regroupent l’ensemble des molécules ayant été quantifiées au-delà de 1 ng/L dans au moins l’un
des échantillons avec au moins une des deux techniques (valise ou flacon de verre). Cette
comparaison permet d’identifier l’effet "échantillon" en comparaison de l’effet "valise".
Les résultats montrent un bon accord entre les deux techniques d’analyses, l’effet "valise" étant
perceptible sur certains HAP de faible poids moléculaire, la contamination générée par le système
étant de l’ordre d’une dizaine (naphtalène) à une centaine (biphényl) de ng/L. Il est à noter que
l’ensemble des quantifications a été réalisé en étalonnage externe, ce qui entraîne généralement
plus de variabilité, même si des questions concernant les rendements d’extraction d’étalons
internes avaient été soulevées lors de la phase de validation.
Enfin, et en accord avec les essais de validation réalisés au Cedre, les molécules autres que les
HAPs, c’est-à-dire les PCBs et les pesticides, ne posent pas de difficulté. Même si peu de composés
ont été quantifiés, il y a très peu d’écart entre les deux techniques, et ce pour des concentrations
traces, de l’ordre de quelques ng/L. Un éventuel effet "barreaux" ou "réactif" est par ailleurs à
écarter du fait de l’effet "échantillon" manifeste.
Figure 11: Comparaison des résultats d’analyse selon les protocoles labo (extraction SBSE
"classique") et valise (échantillons de la station de Pierrefonds en champ proche et en champ
lointain). Le nom des substances (en abscisse) est explicité dans le tableau 2 (n= 3)
V.3.2. Autres sites de prélèvement
Les résultats des analyses effectuées sur les 4 autres sites (Tab. 3 et Fig. 12) ne peuvent être
comparés entre-elles car les 2 protocoles (extraction SBSE "classique" et valise) n'ont pas été
réalisés simultanément. Cependant, compte tenu des observations formulées précédemment, il
apparaît que la valise SBSE permet de quantifier à des faibles niveaux plusieurs PCBs et pesticides.
Par ailleurs, les 3 échantillons extraits par l’intermédiaire de la valise, même s’ils sont d’origine
diverses, permettent de confirmer la surestimation de la concentration de certains composés,
notamment le biphenyl.
Page 27 sur 51
Figure 12: Comparaison des résultats d’analyse pour différents sites de prélèvements par la valise
SBSE (à l’exception des extractions réalisées selon le protocole classique à l’Etang St Paul).
VI. Conclusions et Perspectives
Les travaux réalisés dans le cadre de la collaboration avec le Cedre montrent que
l'utilisation de la technique SBSE-TD/GC/MS avec la possibilité de dérivation in situ permet
d'accroître de façon notable le nombre de composés extractibles par cette technique (hydrophobes
par la SBSE classique et hydrophiles par la dérivation in situ, (cf Annexe 2 du Manuel d'utilisation du
système SBSE automatisé). De plus, l'automatisation de la méthode et son conditionnement sous
forme de "valise terrain" permet: une mise en œuvre plus simple (par du personnel préalablement
formé) et un transfert de la technique plus facile; l'amélioration de la reproductibilité et de la
comparabilité des résultats; un déclenchement automatique des extractions (programmé ou suite à
des événements), un échantillonnage pseudo-intégratif ou intégratif (avec une version à "flux
continu" qui reste à développer).
L’optimisation et le développement des méthodes analytiques permettent avec la version actuelle
l’analyse simultanée des composés "classiques" hydrophobes mais aussi de molécules plus volatiles:
HAPs, PCBs et pesticides ; HAPs et dérivés alkylés ; HAPs, dérivés ramifiés et BTEX. L’analyse de
composés plus polaires avec dérivation in situ a également été validée pour les phénols et
chlorophénols. Par contre l’analyse synchrone de composés polaires et apolaires semble réalisable
et doit être vérifiée.
Les essais terrain de la valise SBSE réalisés en 2013 à La Réunion ont montré la "résistance" du
système aux conditions de transport, les possibilités de transfert de la technqiue à du personnel
préalablement formé et ont contribué à la réalisation du Manuel d'utilisation. Les premiers résultats
obtenus confirment l’intérêt du système, en termes de sensibilité et de facilité de mise en œuvre.
Une phase de mise au point supplémentaire a cependant été nécessaire afin de fiabiliser son
utilisation en mode "séquences". Par ailleurs, le bruit de fond sur certains composés s’est révélé
significatif dans l’objectif d’analyses de traces, en particulier les composés de la famille des
hydrocarbures aromatiques polycycliques (HAPs). Il conviendra d’éliminer ces interférences, a priori
localisées au niveau des cellules d’extraction ou dans la ligne d’alimentation en échantillon.
L’application terrain du système a confirmé la surestimation des concentrations de certains HAPs,
essentiellement les plus légers (poids moléculaires inférieur ou égal à celui du phénanthrène). La
possibilité de quantifier à l’état de traces les autres molécules de la famille des PCBs ainsi que
divers pesticides, a été démontrée lors des essais comparatifs (valise et protocole "classique"). Il
Page 28 sur 51
conviendra de confirmer ces conclusions, notamment en complétant ces premières comparaisons
après avoir diminué le bruit de fond en HAPs.
Outre une utilisation dans le domaine de la surveillance de la qualité chimique des masses d'eau, les
développements réalisés pourraient trouver différentes applications dans le cadre du marché
important du contrôle de la qualité des eaux pour les services d’eau potable (contrôle en amont
dans les zones de pompage, en aval dans les zones de rejets après traitement par les stations
d’épuration). D'autres applications sont aussi envisageables dans le domaine du suivi des pollutions
accidentelles qui requiert des outils faciles d’utilisation et rapidement mis en oeuvre.
En complément de ces études, des essais ont été menés afin de simplifier le protocole, en dopant
directement les barreaux par les étalons internes. Cette méthode offre de nouvelles perspectives
d’utilisation du système. Ces procédures sans solvants et sans produits chimiques sont
particulièrement adaptées à des applications plus opérationnelles nécessitant une logistique et des
contraintes de transport minimales.
VII. Références
Balcon L. et Guyomarch J. (2011) Application marine in situ de la technique d’analyse SBSE :
développement d’un nouveau prototype de prélèvement. Rapport CEDRE R.11.39.C/5221, juillet
2011, 26 p.
Baltussen E., Sandra P., David F. and Cramers C. (1999) Stir bar Sorptive extraction (SBSE), a novel
extraction technique for aqueous samples: theory and principles. Journal of Microcolumm
separations, 11, 737-747.
David F., Tienpont B. and Sandra P. (2003) Stir-bar sorptive extraction of trace organic compounds
from aqueous matrices. LCGC Europe, 21, 108-121.
Gonzalez J.L., Masset, J-F. , Cadiou , J-F., Dupont J., Gendry A., Guyomarch J., Le Piver D.,
Leveque J-P., Podeur C., Rolin J-F., Rousseaux P., Sauzade D. et R. Vuillemin (2006) Surveillance
de la contamination chimique des eaux côtières : développement d’un Système de Fond, Régional,
Autonome, de Mesure et d’Echantillonnage (FRAME). Atelier Expérimentation et Instrumentation,
Brest, 30 janvier – 1 février 2006.
Gonzalez J-L, Guyomarch J, Podeur C., Rousseaux P., Legrand J., Leveque J-P, Viaene J-M, Verney
R., Vousdoukas M. (2008) Rôle d'événements météorologiques violents sur la contamination
chimique des eaux: utilisation d’un système autonome de mesure et d'échantillonnage (Station
FRAME) – Premiers résultats. Atelier Expérimentation et Instrumentation, Toulouse, 29 mai – 30 mai
2008.
Gonzalez J-L, Guyomarch J, Legrand J., Podeur C., Rousseaux P., Verney R., Viaene J-M (2009).
FRAME – Autonomous benthic station for physico-chemical measurements and passive sampling:
Assessing the impact of weather events on chemical contamination of water. Conference on DGT
and the Environment, Sardinia, Italy , 7th to 9th October 2009.
Gonzalez J-L, Guyomarch J, Legrand J., Podeur C., Rousseaux P., Verney R., Viaene J-M (2010a).
FRAME: Autonomous benthic station for assessing the impact of weather events on chemical
contamination of water. 20th SETAC Europe Annual Meeting “Science and Technology for
Environmental Protection”, Seville, 24-27 mai 2010.
Gonzalez J-L, Guyomarch J, Podeur C., Rousseaux P., Legrand J., Viane J-M., Verney R. (2010b).
Station benthique FRAME (système autonome de mesure et d'échantillonnage passif). Evaluation
de l'impact d'événements météorologiques violents sur la contamination chimique des eaux.
Colloque sur la Flotte océanographique française, 3 -4 mars 2010, Marseille.
Gonzalez J-L., Guyomarch J., Podeur C., Rousseaux P., Legrand J., Viane J-M., Verney R. (2011)
Évaluation du rôle d'événements météorologiques violents sur la contamination chimique des masses
d'eau : développement d’un Système de Fond, Régional, Autonome, de Mesure et d’Échantillonnage
Page 29 sur 51
(Station FRAME) ANR EXTREMA Colloque de restitution finale" Episodes météo-climatiques extrêmes
et redistribution des masses sédimentaires et des polluants associés au sein d’un système côtier,
Cadarache, 4-5 mai 2011.
Guyomarch J., Corre A-L., Laes-Huon A., Podeur C. et Gonzalez J-L. (2013) Analyse par SBSE de
contaminants organiques en milieu marin: développement de systèmes automatisés de prélèvement
et d’extraction. Spectra Analyse n° 291, Avril - Mai 2013, 29-32.
Laës-Huon A., Podeur C., Gonzalez J-L. , Guyomarch J. , Balcon A-L., Van Ganse S. (2011),
Application marine in situ d’échantillonneurs passifs, Rapport d'exécution abondement Institut
Carnot Ifremer Edrome.
Lohmann R. and Muir D. (2010). Global Aquatic Passive Sampling (AQUA-GAPS): Using passive
samplers to monotor POPs in the waters of the world. Environmental Science and Technology, 44,
860-864.
Mazzella N., M. Coquery, C. Miège, C. Berho, J.-P. Ghestem, A. Togola, J.-L. Gonzalez, C. Tixier, S.
et Lardy-Fontan (2011). Applicabilité des échantillonneurs passifs dans le cadre de la DCE. Rapport
Final Aquaref, Action II-B01-Développement et optimisation des technologies innovantes de
prélèvement et d’analyse, 80 p.
Mills G. A., Greenwood R., Vrana B., Allan I. J. and Ocelka T. (2011). Measurement of
environmental pollutants using passive sampling devices - a commentary on the currents state of
the art. Journal of Environmental Monitoring, 13, 2979-2982.
Roy G., Vuillemin R. and Guyomarch J. (2005) On-site determination of polynuclear aromatic
hydrocarbons in seawater by stir bar sorptive extraction (SBSE) and thermal desorption GC-MS.
Talanta, 6 (3), 540-546.
Sandra, P; Tienpont, B; David, F. 2003. Multi-residue screening of pesticides in vegetables, fruits
and baby food by stir bar sorptive extraction-thermal desorption-capillary gas chromatography-mass
spectrometry. Journal of Chromatography A 1000 (1-2): 299-309.
Page 30 sur 51
ANNEXE
Manuel d'utilisation du système SBSE automatisé
("Valise SBSE")
Page 31 sur 51
Page 32 sur 51
Manuel d'utilisation du système SBSE automatisé
("Valise SBSE")
Nouvelle mise à jour (février 2014) par:
J-L GONZALEZ et C. PODEUR (Ifremer)
Département Ressources Biologiques et Environnement
Unité Biogéochimie et Ecotoxicologie
Département Recherche et Développements Technologique
Service Systèmes Mécaniques et Instrumentaux
N. Le.CUFF, J. RECEVEUR et J. GUYOMARCH (CEDRE)
Service Recherche & Développement (Brest)
Diffusion :
confidentielle 
restreinte 
libre

Page 33 sur 51
Ce manuel est l'un des livrables réalisé dans le cadre du programme d'activité AQUAREF
pour l'année 2012-2013: Action n° IIB01 - 4 Développement et optimisation des technologies
innovantes de prélèvement et d’analyse.
Il a été réalisé suite à la mise à jour et modifications du "GUIDE DE L’UTILISATEUR DE
L’APPAREIL SBSE IS N°2 IFREMER" N° F710020 (C. Podeur et A. Laes-Huon, avril 2011).
Cette nouvelle version a bénéficié des apports et suggestions de R. Davy et H. Cambert de
l'ARVAM (Agence de Recherche et VAlorisation Marines) qui ont été les premiers
"utilisateurs terrain" de la valise.
Page 34 sur 51
Page 35 sur 51
Sommaire
1. Description de l’appareil
1.1. Composition du système
1.2. Interfaces
2. Installation du logiciel
3. Utilisation de l'appareil
3.1. Ouverture du logiciel
3.2. Choix du port série
3.3. Synchronisation des horloges
3.4. Conditionnement de l'appareil
3.4.1. Nettoyage de l'appareil
3.4.2. Chargement des réactifs
4. Les modes de pilotage du SBSE 2
4.1. Le mode "Manuel"
4.2. Le mode "Programmation de séquences"
4.3. Le mode "Planification des extractions en mode automatique"
5. Récupération des barreaux
7. Mode "Expert"
ANNEXE 1: Nettoyage de l'appareil
ANNEXE 2: Préparation des réactifs
Page 36 sur 51
Page 37 sur 51
1. Description de l'appareil
1.1.Composition du système
Échantillon sur paillasse
Pompage in situ
Interface Homme Machine (I.H.M)
Eau à analyser
I.H.M
Etalon + 2
Réactifs
3 extractions
(en triplicat)
Flacon d'extraction
Alimentation
secteur
230V 50 Hz
Évacuation vers
"poubelle"
Eau à analyser (ou solution
de nettoyage)
Solution étalon
Réactif 1: anhydride
acétique
Réactif 2: carbonate de
potassium
Echantillon (100 ml)
Barreau SBSE
L’appareil SBSE IS N°2 IFREMER comporte 3 triplicats d’extraction . Il est conditionné dans
une valise de dimensions : longueur 630 mm x largeur 492 mm x hauteur 352 mm, qui
contient les neuf flacons, les actionneurs (pompes péristaltiques, électrovannes, agitateurs) et
l’électronique de commande.
L’alimentation électrique conditionnée dans un boîtier plastique est extérieure à l’appareil.
Connectée au secteur 230 V/50 Hz, elle fournit l’énergie via un câble électrique basse tension
muni d’une fiche se connectant sur la partie gauche de l’appareil.
L’appareil est alimenté en eau à analyser par pompage. L’eau rejetée, ainsi que les réactifs
ajoutés, par l’appareil doivent être collectés dans une « poubelle ».
Une IHM (Interface Homme Machine) installée sur un ordinateur pilote programme les
séquences de fonctionnement via une interface RS 232.
Page 38 sur 51
Des flacons transparents sont livrés avec l’instrument pour visualiser le fonctionnement, ils
servent uniquement à des fins de vérification du fonctionnement ou de démonstration.
1.2. Interfaces
Interface Electrique
Alimentation secteur 230 V/50Hz
Liaison avec l’ordinateur
Fiche secteur 10/16A 2 pôles + terre
Interface RS-232
Interface Hydraulique
Alimentation en eau
Evacuation de l’eau
Tube Masterflex Silicone Platinium LS T15 Ø int 4,8 mm
Tube Masterflex Silicone Platinium Ø int 3,2 mm x 6
Alimentation en réactifs
Tube Masterflex Silicone Platinium Ø int 1,6 mm (ou 2.4 mm) x 3
2. Installation du logiciel
La configuration minimale requise de l’ordinateur est :
- Microsoft Windows XP SP3, Ecran 1280 x 1024
Installer le logiciel de commande de l’appareil en suivant les instructions données.
3. Utilisation de l'appareil
L'appareil peut être piloté suivant 3 modes principaux:
- Manuel (permet de sélectionner et contrôler une seule action à la fois).
- Programmation de séquences (pour réaliser ou programmer et sauvegarder des
séquences de plusieurs actions).
- Planification des extractions en mode automatique (permet de définir les dates de
déclenchement de chaque extraction).
3.1. Ouverture du logiciel
Page 39 sur 51
L’ouverture du logiciel permet d’accéder à la fenêtre principale des menus.
3.2. Choix du port série
Dans la fenêtre principale activer le bouton Sélection du port série pour ouvrir la fenêtre
suivante
Choisir le port série connecté à la valise SBSE et valider par OK pour activer le port.
3.3. Synchronisation des horloges
Dans la fenêtre principale activer Synchronisation des horloges pour ouvrir la fenêtre suivante
Page 40 sur 51
Activer le premier bouton afin de transférer l’heure du PC au SBSE 2.
Activer le second bouton pour vérifier que les horloges sont synchrones.
3.4. Conditionnement de l'appareil
Les différentes opérations sont à réaliser avec des gants en latex "non poudrés".
3.4.1. Nettoyage de l'appareil
Avant toute chose, il faudra s'assurer que l'appareil a été nettoyé suite à la dernière utilisation
(Annexe 1).
Après le nettoyage complet, l’appareil peut être conditionné.
Si l'appareil n'a pas été utilisé depuis longtemps il peut être nettoyé complètement ou
partiellement (Annexe 1).
IMPORTANT: un bouchon situé sous la valise peut être dévissé et retiré lors des
différentes opérations afin d'indiquer une éventuelle fuite et d'en limiter les problèmes . Il
faut le remettre en place quand l'utilisation de la valise est terminée.
3.4.2. Chargement des réactifs
Les longueurs des boucles d'injection sont à définir en fonction du volume de réactif que l'on
veut injecter. L’appareil permet d'injecter 3 réactifs (étalon, K2CO3, anhydride acétique...).
A titre indicatif, les tuyaux en silicone utilisés ont un diamètre intérieur () de 1.6 ou 2.4 mm,
les longueurs (L) à utiliser sont fonction du volume de réactif à injecter [L(cm) x  x
(cm/2)2 = V(cm3). Les temps de remplissage sont donnés à titre indicatif: il faut procéder
aux différentes vérifications des temps lors de changements de tuyaux de pompage, en
effet les débits des pompes pourraient avoir changé (le flacon d'extraction de "démo"
transparent est très utile lors de l’optimisation de ces timings).
Longueur de tube (cm)
Temps de remplissage (en s)
Volume de
réactif
1.6 mm
2.4 mm
1.6 mm
500 µL
1 mL
10mL
24.7
49.7
497.3
11.05
22.1
221
20
2.4 mm
80
Pour remplir le circuit avec les réactifs, utiliser le mode Manuel.
Sélectionner l’action "Remplissage boucle" et le numéro du réactif que l'on veut utiliser.
Lancer l’action et l’arrêter quand le réactif est correctement chargé (plus de bulles dans les
tuyaux).
On peut aussi utiliser le mode Programmation de séquences et charger la séquence
chargement des réactifs.
Page 41 sur 51
Le temps des actions enregistrées dans la séquence peut être modifié. Pour cela sélectionner
l’action, modifier la durée et valider par le bouton modifier. Cette nouvelle séquence peut être
sauvegardée dans le fichier.
La préparation des différents réactifs qui peuvent être utilisés (solution d'étalonnage, K2CO3:
6,61g de K2CO3 dans 50ml d’eau déionisée, l’anhydride acétique...) est décrite dans l'annexe
2.
Vous pouvez maintenant introduire les "twisters" (barreaux SBSE) dans les flacons
(ouverture ¼ de tour) afin de lancer les opérations d'extraction.
Page 42 sur 51
4. Les modes de pilotage du SBSE 2
La fenêtre principale donne accès à quatre modes de pilotage du SBSE 2:
- Manuel (permet de sélectionner et contrôler une seule action à la fois).
- Programmation de séquences (pour réaliser ou programmer et sauvegarder des
séquences de plusieurs actions).
- Planification des extractions en mode automatique (permet de définir les dates de
déclenchement de chaque extraction).
- Vidange (qui permet de vider automatiquement
l’eau contenue dans les flacons d'extraction).
L’activation d’un mode ouvre la fenêtre de pilotage du mode activé ainsi que la fenêtre
synoptique du SBSE 2 ci-dessous (sauf en mode Planification des extractions en mode
automatique)
Page 43 sur 51
4.1. Le mode "Manuel"
Dans la fenêtre principale, activer le bouton Mode manuel pour ouvrir la fenêtre synoptique
SBSE 2 et la fenêtre suivante.
Cette fenêtre permet de sélectionner et piloter
une seule action à la fois.
- Sélectionner une action puis lancer
celle-ci en cliquant sur le bouton
Appliquer.
Le temps écoulé s’affiche en bas à droite de
la fenêtre, le circuit hydraulique activé est
représenté par des flèches sur la fenêtre
synoptique.
-
L’arrêt de l'action est obtenu en activant
le bouton STOP.
Terminologie des différentes actions:
"Initial/Final": lorsque l'on ouvre le mode manuel ou que l'on arrête une action en cliquant
sur le bouton stop le curseur se met sur "initial /final".
"Contrôle débit": permet de vérifier le débit du circuit d'échantillonnage/remplissage.
"Rinçage du circuit de remplissage": Rinçage du circuit de remplissage du triplicat
sélectionné.
"Agitation": lance la rotation des barreaux SBSE dans le triplicat sélectionné (pour
information la vitesse de rotation des twisters est 500 tr/mn).
"Vidange": permet (en fin d'extraction) de vider le flacon sélectionné.
"Nettoyage soupape": opération importante qui permet de nettoyer la soupape tarée (sécurité)
pour éviter les surpressions.
"Nettoyage boucle": rince avec solution de nettoyage (eau distillée, éthanol à 50%, réactif) la
boucle d'injection du réactif correspondant. Identique à l'action "Remplissage boucle" qui
permet de remplir la boucle avec le réactif.
"Nettoyage entrée échantillon": rince avec la solution de nettoyage (eau distillée, éthanol à
50%, échantillon) le circuit d'entrée de l'échantillon.
"Nettoyage flacon d'extraction": rince avec la solution de nettoyage (eau distillée, éthanol à
50%, échantillon) le circuit de remplissage et le flacon d'extraction sélectionné.
"Nettoyage circuit d'alimentation": rince avec la solution de nettoyage (eau distillée,
éthanol à 50%, échantillon) le circuit de remplissage du triplicat sélectionné.
Page 44 sur 51
4.2. Le mode "Programmation de séquences"
Dans la fenêtre principale activer le bouton Programmation de séquences pour ouvrir la
fenêtre synoptique SBSE 2 et la fenêtre suivante.
Cette fenêtre permet de réaliser ou programmer et
sauvegarder une séquence de plusieurs actions.
- Sélectionner une action, indiquer le temps
en secondes, insérer l’action en validant le
bouton Ajouter l’action à la séquence.
Sélectionner une nouvelle action, indiquer
le temps puis Ajouter l’action à la
séquence etc …
- Pour modifier une action dans la
séquence, sélectionner l'action dans la
séquence, choisir une nouvelle action et
indiquer le temps puis valider par le
bouton Modifier
- Pour insérer une action dans une
séquence, sélectionner l'action postérieure
dans la séquence, choisir une nouvelle
action et indiquer le temps puis valider par
le bouton Insérer
- Lancer la séquence en activant le bouton
Exécuter la séquence
L’action active ainsi que son temps écoulé
s’affiche dans la fenêtre, le circuit hydraulique
activé est représenté sur le synoptique.
Vous pouvez sauvegarder la séquence dans un
fichier en validant le bouton Sauver dans un
fichier.
Vous pouvez charger et réaliser une séquence
sauvegardée dans le fichier en validant le bouton
Charger le fichier.
Page 45 sur 51
4.3. Le mode "Planification des extractions en mode automatique"
Ce mode donne accès à la fenêtre de paramétrage du système SBSE en définissant les dates de
déclenchement de chaque extraction.
Il faut préalablement s’assurer de la bonne synchronisation des dates et heures de l’ordinateur
et de l’horloge interne du système SBSE. (voir 3.3).
Ouvrir la fenêtre du mode Planification des extractions en mode automatique, indiquer la
durée d’agitation, choisir le ou les réactifs ainsi que les durées de chargement de ces derniers
(Voir tableau chapitre 3.4.2), puis indiquer la durée du remplissage des flacons (42 s semble
être le temps idéal, les réactifs sont tous introduits et le volume total fait 100 ml). Il est
cependant conseillé de procéder aux différentes vérifications des temps lors de changements
de tuyaux de pompage, en effet les débits des pompes pourraient avoir changé, le flacon
d'extraction de "démo" transparent est très utile lors de l’optimisation de ces timings.
Dans la fenêtre "Date et heure de réveil des triplicats", sélectionner le premier triplicat
(Flacon 1,2,3) et choisir la date et l’heure à laquelle l’alarme de prélèvement doit être
déclenchée.
Page 46 sur 51
Le nombre de triplicats commandés peut être inférieur à 3, cependant ils doivent être
déclenchés dans l’ordre.
Le lancement du cycle est effectué en cliquant sur le bouton Programmer le SBSE 2.
L’activation du bouton Date du jour + 5 min permet d’actualiser la date du premier triplicat
(flacon 1,2,3). Le bouton Complète les dates à la suite actualise les dates des triplicats
sélectionnés suivants (temps du cycle plus 10 min entre deux triplicats). Pour information la
vitesse de rotation des twister est 500 tr/min.
L’ordinateur peut être déconnecté une fois que l’ordre de départ de mesure est lancé.
ATTENTION : l’alimentation électrique doit rester connectée et en position "marche".
La pompe doit être connectée à l’échantillon d’eau à prélever.
5. Récupération des barreaux
Eteindre l’alimentation électrique, puis la remettre en marche afin de réinitialiser l’appareil.
Connecter l’ordinateur au port série et lancer le logiciel.
Dans la fenêtre principale sélectionner le mode Vidange (ce mode va permettre de vider
automatiquement une partie de l’eau contenue dans les flacons).
ATTENTION : Introduire le tuyau d’alimentation
de la pompe vers une POUBELLE.
- Sélectionner les flacons à vider.
- Indiquer le temps de vidange : 1 min.
- Vérifier si la pompe est connectée à la poubelle.
- Lancer la séquence en validant le bouton
Vidanger.
Lorsque la séquence est terminée, ouvrir les flacons
et récupérer les twisters.
Préalablement, mettre des gants en latex "non poudrés". Les barreaux sont récupérés avec une
pince inox (préalablement pyrolisée) et rincé au-dessus d'un erlenmeyer propre (au cas ou le
barreau tombe) avec de l’eau "ultra pure". Le barreau est alors séché sur papier absorbant
propre puis introduit dans son conditionnement initial. Il est important d’éviter tout contact
avec le barreau (autre que la pince et le papier).
Page 47 sur 51
6. Le mode "Expert"
Ce mode permet de commander un ou plusieurs actionneurs directement à partir du
synoptique et est réservé à des fins de maintenance .
Depuis la fenêtre principale, placer le curseur
en haut à gauche sur la case "maintenance"
et valider "test composants"
Le synoptique apparaît, vous pouvez piloter
individuellement chaque actionneur.
Page 48 sur 51
ANNEXE 1: Nettoyage de l'appareil
Les différentes opérations sont à réaliser avec des gants en latex "non poudrés.
1. Nettoyage par pyrolyse (avant stockage de l'appareil)
Les flacons peuvent être nettoyés par pyrolyse à 400°C. Il faut préalablement démonter les
raccords et les clapets et nettoyer les flacons à l'éthanol-eau désionisée (MilliQ) 50/50 (de
préférence, mieux pour éliminer les composés apolaires et moins toxique) ou au
dichlorométhane.
2. Nettoyage des joints toriques (entre chaque série d'analyses)
Les joints sont nettoyés dans l'éthanol puis rincés à l’eau désionisée (MilliQ).
3. Procédures de nettoyage "partiel" (entre chaque série d'analyses ou suite à une période
de stockage)
Connecter les bidons ou poches contenant les solutions de nettoyage (eau désionisée (MilliQ),
éthanol-eau eau désionisée (MilliQ) 50/50…) aux pompes de prélèvement.
Le tuyau d’évacuation de l’appareil doit être connecté à la poubelle.
Actions à réaliser dans le mode Manuel.
- "Nettoyage soupape": opération importante qui permet de nettoyer la soupape tarée
(sécurité) pour éviter les surpressions. Le nettoyage peut être réalisé avec de l' eau désionisée
(MilliQ) et/ou de l'éthanol- eau désionisée (MilliQ) 50/50.
- "Nettoyage boucle": rince avec la solution de nettoyage (eau désionisée (MilliQ), éthanoleau désionisée (MilliQ) 50/50) la boucle d'injection du réactif correspondant. A faire pour
chaque boucle d'injection de réactif qui sera utilisé.
- "Nettoyage entrée échantillon": rince avec la solution de nettoyage (eau désionisée
(MilliQ), éthanol- eau désionisée (MilliQ) 50/50, échantillon) le circuit d'entrée de
l'échantillon. A faire pour chaque réactif utilisé.
- "Nettoyage flacon d'extraction ": rince avec la solution de nettoyage (eau désionisée
(MilliQ), éthanol- eau désionisée (MilliQ) 50/50, échantillon) le circuit de remplissage et le
flacon d'extraction sélectionné.
- "Nettoyage circuit d'alimentation": rince avec la solution de nettoyage (eau désionisée
(MilliQ), éthanol- eau désionisée (MilliQ) 50/50, échantillon) le circuit de remplissage du
triplicat sélectionné.
Il est possible d'utiliser, via le mode Programmation de séquences, des séquences de
nettoyage complètes pré-programmées.
4. Procédure de nettoyage complet de l’appareil (avant stockage de l'appareil)
4.1. Nettoyage des supports des flacons
- Démonter les joints toriques transparents et les nettoyer comme indiqué en 2.
- Nettoyer les supports avec une pissette d’eau désionisée (MilliQ).
- Sécher à l’aide de papier propre.
- aspirer le liquide restant avec une pipette Pasteur (pyrolysée si possible).
- Nettoyer les supports avec de l'éthanol- eau désionisée (MilliQ) 50/50.
Page 49 sur 51
- aspirer le liquide restant avec une pipette Pasteur (pyrolysée si possible). On peut utiliser la
même que précédemment.
- Rincer avec une pissette d’ eau désionisée (MilliQ).
- aspirer le liquide restant avec une pipette Pasteur (pyrolysée si possible). On peut utiliser la
même que précédemment.
- Replacer les joints dans leurs logements.
4.2. Nettoyage général de l’appareil SBSE 2
- Mettre en place les flacons sur les supports et connecter les tuyaux d’évacuation.
- Introduire les tuyaux d’alimentation des pompes dans le bidon ou la poche contenant le
produit nettoyant.
Dans la fenêtre principale sélectionner le mode Programmation de séquences et charger la
séquence nettoyage général de l’appareil. Il est possible de modifier les temps des actions
enregistrées dans la séquence . Pour cela sélectionner l’action, modifier la durée et valider par
le bouton modifier. Vous pouvez sauvegarder cette nouvelle séquence dans le fichier.
- Lancer la séquence en activant le bouton Exécuter la séquence.
Lorsque la séquence est achevée les flacons restent pleins. Pour les vider utiliser le mode
Vidange accessible depuis la fenêtre principale.
Ce mode va permettre de vider automatiquement
l’eau contenue dans les flacons.
ATTENTION : Introduire le tuyau d’alimentation
de la pompe dans un bidon POUBELLE afin de ne pas
polluer le produit ayant servi au nettoyage.
- Sélectionner les flacons à vider
- Indiquer le temps de vidange : 1 min
- Vérifier si la pompe d’alimentation est connectée à la
poubelle
- Lancer la séquence en validant le bouton Vidanger.
Effectuer le nettoyage général de l’appareil SBSE 2
en appliquant la procédure décrite précédemment avec
les produits suivants :
- eau désionisée (MilliQ)
- éthanol- eau désionisée (MilliQ) 50/50
- eau désionisée (MilliQ) pour le rinçage final
Page 50 sur 51
ANNEXE 2: Préparation des réactifs
Les diverses solutions sont à préparer dans des flacons en verre préalablement passés au four
à 400°C.
-
Analyse des HAPs, PCBs et pesticides
Afin de quantifier les HAPs, PCBs et pesticides, la technique de l’étalonnage interne a été
appliquée. Des HAPs et pesticides deutérés sont donc à ajouter aux échantillons d’eau à
analyser avant extraction : Naphtalène-d8, Biphényl-d10, Phénanthrène-d10, Chrysène-d12,
Ethylparathion-d10, Pyrène-d10, Benzo[a]anthracène-d12, Benzo[a]pyrène-d12 et le
Benzo[g,h,i]pérylène-d12.
La solution d’étalons internes est fournie par Carlo Erba. Elle est conditionnée dans des
ampoules de 1ml et les composés sont dans le méthanol à une concentration de 10µg/ml. Le
reste de la solution est à conserver au congélateur.
Pour préparer la solution d’étalon interne, prendre 1 ml (ou 100µl si la concentration de la
solution mère est de 100µg/ml) de l’ampoule et compléter à 1L dans du méthanol. Ensuite,
il faut ajouter 10 ml de cette solution à chacun des échantillons d’eau à analyser (100 ml). La
solution est à conserver au réfrigérateur et est utilisable 1 mois.
-
Analyse des phénols et alkylphénols
Le composé deutéré à utiliser pour la quantification des phénols et alkylphénols est le 4-(3,6diméthyl-3-heptyl)phénol-3,5-d2. Il est fourni en solution par Sigma Aldrich à une
concentration de10µg/ml dans des ampoules de 1 ml (référence n°33569).
Prendre 100µl de la solution standard et compléter à 1L avec du méthanol. Le reste de
l’ampoule est à conserver au congélateur.
Dans les échantillons d’eau (100 ml), ajouter 1 g de carbonate de potassium (ACS reagent
Sigma Aldrich) afin d’augmenter le pH de la solution à environ 10,5. Puis, il faut ajouter 10
ml de la solution contenant l’étalon interne, suivi par 0,5 ml d’anhydride acétique (Sigma
Aldrich). La réaction provoquant un dégagement gazeux, il est important de ne pas fermer
entièrement le bouchon du flacon lors de l’extraction. La solution du 4-(3,6-diméthyl-3heptyl)phénol-3,5-d2 est à conserver au réfrigérateur et est utilisable 1 mois.
Page 51 sur 51